(Revogado pela Instrução Normativa MAPA Nº 30 DE 26/06/2018):

Arts. 1º ao Anexo

O Secretário de Defesa Agropecuária, do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, no uso da atribuição que lhe confere o art. 83, inciso IV, do Regimento Interno da Secretaria, aprovado pela Portaria Ministerial nº 574, de 8 de dezembro de 1998, resolve:

Art. 1º Oficializar os Métodos Analíticos Oficiais para Análises Microbiológicas para Controle de Produtos de Origem Animal e Água, com seus respectivos capítulos e anexos, em conformidade com o anexo desta Instrução Normativa, determinando que sejam utilizados no Sistema de Laboratório Animal do Departamento de Defesa Animal.

Parágrafo único. A metodologia de que trata este artigo será atualizada, sempre que a inovação tecnológica assim recomendar, por meio de ato do Diretor do Departamento de Defesa Animal.

Art. 2º Esta Instrução Normativa entra em vigor na data da sua publicação.

MAÇAO TADANO

ANEXO - MÉTODOS ANALÍTICOS OFICIAIS PARA ANÁLISES MICROBIOLÓGICAS PARA CONTROLE DE PRODUTOS DE ORIGEM ANIMAL E ÁGUA

CAPÍTULO I - CONTAGEM PADRÃO DE MICRORGANISMOS MESÓFILOS AERÓBIOS ESTRITOS E FACULTATIVOS VIÁVEIS

1. OBJETIVOS E ALCANCE

Estabelecer procedimento para a contagem padrão de microrganismos mesófilos aeróbios estritos e facultativos viáveis.

Aplica-se a amostras de matérias-primas, água e alimentos.

2. FUNDAMENTOS

Baseia-se na semeadura da amostra ou de suas diluições em ágar padrão para contagem seguida de incubação em temperatura de 36 ± 1ºC por 48 horas.

3. REAGENTES E MATERIAIS

Vidraria e demais insumos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos;

Ágar padrão para contagem (PCA);

Solução salina peptonada 0,1%.

4. EQUIPAMENTOS

Equipamentos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos.

5. PROCEDIMENTOS

5.1 Pesagem e preparo da amostra

Pesar 25 ± 0,2 g ou pipetar 25 ± 0,2 mL da amostra, de acordo com as instruções contidas no Anexo V, "Procedimentos para o preparo, pesagem e descarte de amostras", deste Manual.

Adicionar 225 mL de solução salina peptonada 0,1%.

Homogeneizar por aproximadamente 60 segundos em stomacher.

Esta é a diluição 10-1.

5.2 Inoculação em placas

A partir da diluição inicial (10-1), efetuar as demais diluições desejadas em solução salina peptonada 0,1%, de acordo com as instruções contidas no Anexo II, "Diluições e soluções", deste Manual.

Semear 1 mL de cada diluição selecionada em placas de Petri estéreis.

Adicionar cerca de 15 a 20 mL de PCA fundido e mantido em banho-maria a 46-48ºC.

Homogeneizar adequadamente o ágar com o inóculo.

Deixar solidificar em superfície plana.

5.3 Incubação

Incubar as placas invertidas a 36 ± 1ºC por 48 horas.

5.4 Leitura

Segundo o tipo de amostra em análise, realizar a leitura selecionando as placas de acordo com o seguinte critério, contando todas as colônias presentes:

Produtos em geral: Placas que contenham entre 25 e 250 colônias;

Amostras de água: Placas que contenham entre 30 e 300 colônias.

6. RESULTADOS

A partir dos dados obtidos, calcular o número de microrganismos presentes na amostra em análise, seguindo as instruções contidas no Anexo IV, "Procedimentos para contagem de colônias", deste Manual.

Expressar o resultado em UFC/g ou mL.

7. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

FRANK, J.F. Microbial spoilage of foods: Milk and dairy products. In: Food Microbiology Fundamentals and Frontiers. Michael P. Doyle, Beuchat, L.R.; Montville, T.J. (Eds.). ASM Press Washington D.C., p. 101-116.

MORTON, R.D. Aerobic Plate Count. In: Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods, 4. ed. Washington DC. American Public Health Association. Frances Pouch Downes & Keith Ito (Eds.), 2001. p.63-67.

CAPÍTULO II - CONTAGEM DE BOLORES E LEVEDURAS

1. OBJETIVOS E ALCANCE

Estabelecer procedimento para a contagem de bolores e leveduras em alimentos.

Aplica-se a amostras de matérias-primas, alimentos e rações.

2. FUNDAMENTOS

Baseia-se na verificação da capacidade desses microrganismos se desenvolverem em meios de cultura com pH próximo a 3,5 e temperatura de incubação de 25 ± 1ºC.

A utilização de meios acidificados a pH 3,5 ± 0,1 promove seletivamente o crescimento de fungos, inibindo a maioria das bactérias presentes no alimento.

3. REAGENTES E MATERIAIS

Vidraria e demais insumos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos;

Ágar batata glicose 2%;

L(+) Ácido tartárico 10%;

Solução salina peptonada 0,1%.

4. EQUIPAMENTOS

Equipamentos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos.

5. PROCEDIMENTOS

5.1 Preparo das placas

Fundir o ágar batata glicose.

Resfriar em banho-maria até 46-48ºC.

Acidificar o meio até pH 3,5 por meio da adição de 1,5 mL de solução de ácido tartárico 10% para cada 100 mL de meio.

Verter nas placas cerca de 15 a 20 mL.

Deixar solidificar em superfície plana.

Identificar as placas.

Antes da utilização, secar as placas semi-abertas com o fundo voltado para cima em estufa a 50ºC por cerca de 15 minutos, ou em fluxo laminar expondo a superfície pelo tempo necessário para a completa secagem.

5.2 Pesagem e preparo da amostra

Pesar 25 ± 0,2 g ou pipetar 25 ± 0,2 mL da amostra de acordo com as instruções contidas no Anexo V, "Procedimentos para o preparo, pesagem e descarte de amostras", deste Manual.

Adicionar 225 mL de solução salina peptonada 0,1%. Para amostras de doce de leite e de leite condensado, utilizar como diluente solução salina peptonada com 20% de glicose.

A partir da diluição inicial 10-1, efetuar as diluições desejadas, de acordo com o Anexo II, "Diluições e soluções", deste Manual.

5.3 Procedimentos de controle

Aplicar os procedimentos de controle específicos estabelecidos pelo laboratório.

5.4 Inoculação em placas

Inocular 0,1 mL das diluições selecionadas sobre a superfície seca de ágar batata glicose 2% acidificado a pH 3,5.

Com o auxílio de alça de Drigalski ou bastão do tipo hockey, espalhar o inóculo cuidadosamente por toda a superfície do meio, até sua completa absorção.

Utilizar no mínimo duas diluições decimais ou duplicata da mesma diluição.

Nos casos em que a legislação exigir valores menores que 100 UFC/g ou mL, distribuir em duplicata 1 mL da diluição 10-1 em 3 placas (0,4 mL, 0,3 mL e 0,3 mL). No caso de produtos líquidos poderá ser inoculado 0,1 mL diretamente da amostra (10º), o que corresponderá à diluição 10-1.

5.5 Incubação

Incubar as placas, sem inverter, a 25 ± 1ºC, por 5 a 7 dias, em incubadora de B.O.D.

5.6 Leitura

Selecionar as placas que contenham entre 15 e 150 colônias.

OBSERVAÇÃO: Não abrir, em hipótese alguma, as placas que contenham crescimento de fungos, para evitar a contaminação ambiental por meio da dispersão dos seus esporos.

6. RESULTADOS

A partir dos dados obtidos, calcular o número de microrganismos presentes de acordo com o Anexo IV, "Procedimentos para a contagem de colônias", deste Manual.

Expressar o resultado em UFC/g ou mL.

7. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

TOURNAS, V.; STACK, M.E.; MISLIVEC, P.B.; KOCH, H.A.; BANDLER, R. Yeasts, molds and mycotoxins. In: Bacteriological Analytical Manual Online. 2001. Disponível em: http://www.cfsan.fda.gov

CAPÍTULO III - CONTAGEM DE MICRORGANISMOS MESÓFILOS AERÓBIOS VIÁVEIS CAPAZES DE CAUSAR ALTERAÇÃO EM PRODUTOS LÁCTEOS LÍQUIDOS UHT

1. OBJETIVOS E ALCANCE

Estabelecer procedimento para a contagem de microrganismos mesófilos aeróbios viáveis em produtos UHT, com exclusão daqueles comprovadamente não patogênicos e não causadores de alterações físicas, químicas e organolépticas do produto.

Detectar a presença de Bacillus sporothermodurans para diferenciá-lo dos demais microrganismos mesófilos aeróbios viáveis.

Aplica-se a amostras de produtos lácteos líquidos, tratados pelo processo UHT.

2. FUNDAMENTOS

2.1 Pré-incubação

Baseia-se na incubação das amostras em estufa a 36 ± 1ºC por 7 dias e posterior verificação da ocorrência de alterações das características do produto.

2.2 Contagem em placas

Baseia-se na semeadura da amostra e suas diluições em ágar cérebro-coração e em ágar nutriente isento de extrato de levedura, seguida de incubação a 30 ± 1ºC por 72 horas, e posterior identificação dos microrganismos presentes.

2.3 Limitações do Método

Devido à opacidade produzida pela homogeneização do meio de cultura com alguns tipos de amostras, pode haver dificuldade para a contagem de colônias na diluição 100. Nesses casos, o resultado final deve ser obtido nas diluições subseqüentes, o que pode resultar em dados finais estimados.

3. REAGENTES E MATERIAIS

Vidraria e demais insumos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos;

Ágar cérebro-coração (ABHI);

Ágar nutriente isento de extrato de levedura;

Ágar esculina;

Caldo cérebro-coração nitrato (BHI-NO3);

Caldo vermelho de fenol com glicose;

Solução salina peptonada 0,1%;

Ágar uréia;

Reativo para oxidase (N'N'N'N'-tetrametil-parafenileno-diamina ou oxalato de para-amino-dimetilanilina) ou tiras para teste de oxidase (comercialmente disponíveis);

Peróxido de hidrogênio 3%;

Alfa-naftilamina 0,5%;

Ácido sulfanílico 0,8%;

Corantes para coloração de Gram;

Zinco em pó;

Etanol 70% ou Etanol 70º GL;

Reagentes para coloração de Gram.

4. EQUIPAMENTOS

Equipamentos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos.

5. PROCEDIMENTOS

5.1 Preparo da amostra

Após a pré-incubação, as amostras visualmente inalteradas devem ser agitadas por 25 vezes.

Antes da abertura, desinfetar externamente as embalagens com solução desinfetante e após com etanol 70% ou etanol 70º GL.

Deixar secar.

Com auxílio de tesouras ou bisturis previamente esterilizados, abrir a embalagem. Caso se observe alteração evidente (coagulação, floculação, dessoração, odor não característico ou outros), interromper a análise e reportar como "produto alterado após incubação a 36 ± 1ºC por 7 dias".

As amostras que apresentarem qualquer alteração não devem ser analisadas. Reportar o resultado como "amostra alterada", incluindo informações sobre o tipo de alteração observada.

5.2 Procedimentos de controle

Aplicar os procedimentos de controle específicos estabelecidos pelo laboratório.

5.3 Contagem em placas

Diluir a amostra em tubos contendo 9 mL de solução salina peptonada 0,1% até 10-2.

Pipetar 1 mL diretamente da amostra (100) e 1 mL de cada uma das diluições preparadas (10-1 e 10-2), transferindo-as para placas de Petri estéreis, em duplicata.

Adicionar cerca de 20 mL de ágar cérebro-coração (ABHI) a uma das placas de cada diluição. Nas demais, adicionar cerca de 20 mL de ágar nutriente isento de extrato de levedura.

Homogeneizar adequadamente os meios com os inóculos.

Deixar solidificar. Inverter as placas.

5.4 Incubação

Incubar as placas a 30 ± 1ºC por 72 horas.

5.5 Leitura

Verificar a presença de colônias nas placas, contando cada uma e observando suas características.

Selecionar placas que contenham entre 25 e 250 colônias para a realização da contagem.

Se os resultados de contagem obtidos em ambos os meios forem coerentes entre si, proceder conforme Anexo IV, "Procedimentos para contagem de colônias", deste Manual.

Se os resultados forem discrepantes entre si, considerar o resultado obtido nas placas de ABHI.

Quando o crescimento bacteriano é devido à presença de esporos de Bacillus sporothermodurans na amostra em análise, será observado nas placas de ABHI um abundante crescimento de colônias lisas, de forma regular, com coloração entre branco e bege, com diâmetro máximo de 3 mm, facilmente identificáveis.

No ágar nutriente isento de extrato de levedura, o Bacillus sporothermodurans comumente não forma colônias visíveis, porém poderão se desenvolver colônias puntiformes, de coloração entre branco e bege.

Esta diferenciação é necessária porque as colônias de B. sporothermodurans não devem ser contabilizadas no cálculo de mesófilos aeróbios viáveis capazes de causar alteração no produto.

Quando for observado crescimento em ambos os meios, realizar a contagem nas placas de ABHI, registrando em separado o número de colônias suspeitas de serem Bacillus sporothermodurans, que deverão ser confirmadas de acordo com o que segue:

Repicar 3 a 5 colônias suspeitas para tubos com ABHI inclinado.

Incubar a 36 ± 1ºC por até 72h.

Realizar os testes confirmatórios.

5.6 Coloração de Gram

Preparar esfregaço e corar pelo método de Gram, conforme instruções constantes do Anexo VII, "Procedimentos de coloração", deste Manual.

Quando forem observados bastonetes Gram positivos, realizar a prova da catalase conforme item 5.7.

Quando forem observados microrganismos com morfologia e características diferentes de bastonetes Gram positivos, reportar o número encontrado como a contagem total de microrganismos aeróbios mesófilos.

5.7 Catalase

Com auxílio de alça de platina, palito de madeira, bastão de vidro ou Pipeta de Pasteur, estéreis, transferir a cultura para uma lâmina ou placa de vidro contendo uma gota de peróxido de hidrogênio 3%. Misturar o inóculo ao peróxido e observar a reação.

A não-formação de borbulhas indica prova negativa para catalase. A formação de borbulhas indica prova positiva para catalase.

A maioria dos membros do gênero Bacillus apresentam reação de catalase positiva.

Quando a coloração de Gram demonstrar a presença de bastonetes Gram positivos e a prova da catalase for positiva para a cultura em teste, confirmar a presença de Bacillus sporothermodurans por meio das provas da oxidase, crescimento em anaerobiose, hidrólise da esculina, fermentação da glicose, redução do nitrato e produção de urease, conforme abaixo descrito.

5.8 Oxidase

Usando alça de platina, Pipeta de Pasteur, palitos de madeira ou de plástico, descartáveis e estéreis, realizar a prova de oxidase, espalhando a cultura sobre papel filtro impregnado com o reativo para oxidase ou sobre tiras para teste de oxidase.

Fazer a leitura em 10 a 20 segundos. Após esse tempo, reações falso positivas podem ocorrer.

O aparecimento de cor azul (N'N'N'N'-tetrametil-parafenileno-diamina) ou vermelho intenso (oxalato de para-amino-dimetilanilina) é indicativo de uma reação positiva.

Não utilizar alças de níquel-cromo ou alças de aço inoxidável para realizar a prova de oxidase, pois traços de óxido de ferro na superfície flambada pode produzir reação falso positiva.

O Bacillus sporothermodurans apresenta reação de oxidase positiva.

5.9 Crescimento em anaerobiose

Inocular a cultura em tubos de ABHI inclinados e incubar em jarra de anaerobiose a 36 ± 1ºC por 72h.

O Bacillus sporothermodurans não cresce em anaerobiose.

5.10 Hidrólise da esculina

Inocular a cultura, com agulha, em tubos contendo ágar esculina inclinado.

Incubar a 36 ± 1ºC por 72h.

A hidrólise da esculina é evidenciada pelo enegrecimento do meio.

O Bacillus sporothermodurans hidrolisa a esculina.

5.11 Fermentação da glicose

Semear tubos com caldo vermelho de fenol-base adicionados de glicose.

Incubar a 36 ± 1ºC por até 72 horas.

A viragem de cor do indicador vermelho de fenol para amarelo indica a fermentação do açúcar presente.

O Bacillus sporothermodurans não fermenta a glicose.

5.12 Redução de nitrato

Inocular a cultura, com alça, em tubos contendo caldo BHINO3.

Incubar a 36 ± 1ºC por 72 horas.

Após incubação, adicionar aos tubos 0,5 a 1 mL de alfa naftilamina 0,5%, e 0,5 a 1 mL de ácido sulfanílico 0,8%.

O aparecimento de coloração rosa indica positividade para redução de nitrato.

Quando não houver desenvolvimento de coloração, adicionar ao tubo alguns miligramas de pó de zinco. Nessa situação, o aparecimento de coloração rosa indica reação negativa, enquanto que o não desenvolvimento de cor indica positividade.

O Bacillus sporothermodurans não reduz o nitrato a nitrito.

5.13 Prova da urease

Inocular a cultura, com alça, em tubos ou placas contendo ágar uréia.

Incubar a 36 ± 1ºC por 72h.

Observar o crescimento com mudança de coloração para rosa intenso, o que indica positividade para produção de urease.

O Bacillus sporothermodurans não produz urease.

6. RESULTADOS

A partir dos dados obtidos, calcular o número de microrganismos mesófilos aeróbios viáveis presentes na amostra em análise, seguindo as instruções contidas no Anexo IV, "Procedimentos para contagem de colônias", deste Manual.

O número de UFC/mL de Bacillus sporothermodurans não deverá ser reportado como resultado da contagem de mesófilos aeróbios.

Quando estes microrganismos forem encontrados, fazer constar do campo "OBS" do Certificado Oficial de Análise (COA): "Presença de Bacillus sporothermodurans".

Somente será reportado o número de unidades formadoras de colônias de outros mesófilos encontrados.

Deverão ainda acompanhar o resultado da análise informações adicionais sobre o tipo de microrganismo encontrado (como por exemplo: cocos Gram positivos, bastonetes Gram negativos, flora mista etc.) ou o(s) microrganismo(s) aeróbio(s) presente(s), quando identificado(s).

Os resultados de contagem de microrganismos mesófilos aeróbios viáveis em leite UHT a 30ºC por até 72 horas devem ser expressos em UFC/mL.

Para todos os produtos UHT, o resultado da análise de pré-incubação por 7 dias a 36 ± 1ºC deve ser expresso como "alterado" ou "sem alteração".

7. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

BRASIL. Ministério da Agricultura do Abastecimento e da Reforma Agrária. Secretaria de Defesa Agropecuária. Departamento de Defesa Animal. Manual de métodos microbiológicos para alimentos.

Coordenação Geral de Laboratório Animal. 1991/1992 2ª revisão. 136p.

PETTERSSON, B.; LEMBKE, F.; HAMMER, P.; STACKEBRANDT, E.; PRIEST, F.G. Bacillus sporothermodurans, a new species producing highly-heat-resistant endospores. International Journal of Systematic Bacteriology, 1996. p. 759-764.

SWANSON, K.M.J.; PETRAN, R.L.; HANLIN, J.H. Culture methods for enumeration of microorganisms. In: Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods, 4. ed. Washington DC. American Public Health Association. Frances Pouch Downes & Keith Ito (Eds.), 2001. p. 53-62.

MORTON, R.D. Aerobic Plate Count. In: Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods, 4. ed. Washington DC. American Public Health Association. Frances Pouch Downes & Keith Ito (Eds.), 2001. p.63-67.

CAPÍTULO IV - CONTAGEM DE CLOSTRIDIUM SULFITO REDUTORES E DE CLOSTRIDIUM PERFRINGENS

1. OBJETIVOS E ALCANCE

Estabelecer procedimento para a contagem de Clostridium sulfito redutores e de Clostridium perfringens em alimentos.

Aplica-se a amostras de matérias-primas e alimentos.

2. FUNDAMENTOS

2.1 Contagem

Baseia-se na inoculação da amostra ou de uma diluição da mesma em meios de cultura seletivos. Após incubação em anaerobiose, os Clostridium formam colônias negras, devido à reação de redução de sulfito a sulfeto, que reage com citrato de amônio e ferro III, formando um precipitado negro.

2.2 Fermentação tempestuosa

Baseia-se na verificação da fermentação tempestuosa do leite presente no meio leite com ferro, característica do Clostridium perfringens. p.

Essa fermentação caracteriza-se por formação de coágulo bem definido, com grande formação de gás, durante incubação à temperatura seletiva de 46 ± 1ºC.

2.3 Testes confirmativos

A confirmação de Clostridium perfringens se faz por meio de provas confirmativas, com as quais se evidenciam suas características de: imobilidade, redução de nitratos, produção de ácido e gás a partir da lactose, fermentação da rafinose e liquefação da gelatina.

3. REAGENTES E MATERIAIS

Vidraria e demais insumos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos;

Solução salina peptonada 0,1%;

Ágar triptose - sulfito - cicloserina (TSC) - base ou Ágar Sahid Ferguson Perfringens (SFP) - base;

Ágar estoque;

Ágar motilidade - nitrato tamponado;

Meio leite com ferro;

Meio lactose-gelatina;

Caldo vermelho de fenol-base;

Solução de rafinose 10%;

Caldo de carne cozida (opcional caldo Tarozzi);

Meio tioglicolato;

Alfa naftilamina 0,5%;

Ácido sulfanílico 0,8%;

Solução de cicloserina 5%;

Polimixina B;

Kanamicina;

Vaspar ou óleo mineral ou parafina líquida;

Gerador de anaerobiose;

Reagentes para coloração de Gram.

4. EQUIPAMENTOS

Equipamentos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos.

5. PROCEDIMENTOS

5.1 Pesagem e preparo da amostra

Pesar 25 ± 0,2 g da amostra de acordo com as instruções contidas no Anexo V, "Procedimentos para o preparo, pesagem e descarte de amostras", deste Manual.

Adicionar 225 mL de solução salina peptonada 0,1% e homogeneizar por aproximadamente 60 segundos em stomacher. Essa é a diluição 10-1.

5.2 Procedimentos de controle

Aplicar os procedimentos de controle específicos estabelecidos pelo laboratório.

5.3 Inoculação em Placas

A partir da diluição inicial 10-1, efetuar as diluições desejadas de acordo com o Anexo II, "Diluições e soluções", deste Manual.

A partir das diluições escolhidas, semear alíquotas de 1 mL em placas estéreis e adicionar cerca de 15 mL de ágar TSC ou SFP em temperatura de 46-48ºC.

Homogeneizar cuidadosamente e deixar solidificar em superfície plana.

Após, adicionar uma segunda camada de cerca de 10 mL do mesmo meio.

Deixar solidificar em superfície plana.

5.4 Incubação

Imediatamente após a solidificação do ágar, incubar as placas (sem inverter), em jarra de anaerobiose a 36 ± 1ºC por 18 a 24 horas.

5.5 Seleção e Isolamento

As colônias típicas de Clostridium sulfito redutores são negras e de tamanho variável de 1 a 3 mm no ágar TSC e no ágar SFP.

Selecionar placas que contenham entre 20 e 200 colônias típicas.

Contar todas as colônias negras presentes. Anotar o resultado.

Esse resultado, multiplicado pela diluição usada, corresponde ao número de Clostridium sulfito redutores presentes por grama da amostra em análise.

Escolher 5 colônias negras e repicar para tubos com ágar estoque. Incubar em anaerobiose a 36 ± 1ºC por no mínimo 24 horas.

Paralelamente, repicar para meio tioglicolato ou caldo de carne cozida (com selo estéril de vaspar ou vaselina ou parafina líquida ou óleo mineral).

5.6 Testes confirmativos para Clostridium perfringens

5.6.1 Coloração de Gram

A partir de cultura pura em ágar estoque ou dos meios usados paralelamente, preparar esfregaço e corar pelo método de Gram. Quando for verificada a presença de bastonetes retos com extremidades arredondadas, Gram-positivos, realizar a prova de fermentação tempestuosa.

5.6.2 Fermentação tempestuosa (storm test)

Transferir 1 mL da cultura fresca obtida no meio tioglicolato ou no caldo de carne cozida para um tubo contendo meio leite com ferro. Adicionar o selo estéril e incubar a 46 ± 1ºC em banho-maria por 6 horas (reincubar por maior tempo (12 a 18h) quando o controle positivo não apresentar reação claramente positiva).

Alternativamente, pode ser utilizada uma suspensão da cultura em teste, obtida pela lavagem da superfície do ágar estoque com solução salina peptonada 0,1%, transferindo 1 mL desta para o meio leite com ferro.

O Clostridium perfringens geralmente coagula o leite em até 6 horas a 46ºC, com formação de coágulo firme e grande quantidade de gás ("fermentação tempestuosa").

A partir das culturas que se apresentaram como C. perfringens na coloração de Gram e ofereceram resultado positivo na prova de fermentação tempestuosa, realizar as seguintes provas:

5.6.3 Prova da motilidade

Inocular a cultura, com agulha, em ágar motilidade-nitrato tamponado.

Incubar em anaerobiose a 36 ± 1ºC por 24 horas.

O Clostridium perfringens é imóvel, com crescimento apenas ao longo da linha de inoculação.

5.6.4 Prova da redução do nitrato

Após a leitura da motilidade, acrescentar ao ágar 0,5 a 1 mL de solução de alfa-naftilamina 0,5% e 0,5 a 1 mL de ácido sulfanílico 0,8%.

O aparecimento de coloração vermelha indicará a redução do nitrato a nitrito.

Para confirmação do resultado negativo, acrescentar alguns miligramas de pó de zinco.

O aparecimento de uma cor rosa será indicativo da não redução do nitrato, enquanto que a não alteração de cor será indicativa de reação positiva para redução do nitrato.

O Clostridium perfringens reduz nitrato a nitrito.

5.6.5 Fermentação da lactose e liquefação da gelatina Inocular a cultura, com agulha, em vários pontos do meio lactose-gelatina.

Se o meio for utilizado 8 ou mais horas após a sua preparação, regenerá-lo por aquecimento a 50ºC por 2 horas em banho-maria, antes da inoculação.

Incubar em anaerobiose a 36 ± 1ºC por 44 ± 2h. Após a incubação, manter os tubos em geladeira por 1 hora.

Observar a fermentação da lactose pela produção de bolhas de gás e pela mudança da cor do meio de vermelho para amarelo e também a liquefação da gelatina por meio da permanência do estado líquido após o resfriamento por cerca de 1 hora em geladeira.

O Clostridium perfringens fermenta a lactose e liquefaz a gelatina em 44 ± 2h a 36 ± 1ºC.

5.6.6 Fermentação da rafinose

Repicar a cultura para tubo contendo caldo para fermentação da rafinose.

Após inoculação, adicionar 1 a 2 mL de selo estéril: vaspar ou vaselina ou parafina líquida ou óleo mineral. Incubar a 36 ± 1ºC por 72 2h.

Verificar a fermentação da rafinose pela viragem da cor do indicador vermelho de fenol para amarelo.

As provas de liquefação da gelatina em 44 ± 2h horas e a fermentação da rafinose em 72 ± 2h tornam possível a diferenciação entre Clostridium perfringens e outros clostrídios imóveis e redutores de nitrato como o Clostridium celatum, Clostridium sardiniense e Clostridium paraperfringens.

O Clostridium perfringens fermenta a rafinose dentro de 72 ± 2h.

CARACTERÍSTICAS DIFERENCIAIS DE CLOSTRÍDIOS

	Meio motilidade nitrato		Meio lactose gelatina
Espécies de Clostridium	Motilidade	Nitrato	Ácido/gás	Liquefação. gelatina
C. perfringens A	-	+	AG/T	+ (48h)
C. perfringens B	-	+	AG/T	+ (48/72h)
C. absonum	+	+	AG/CS	-*
C. baratii	-	+	AG/CS	-
C. celatum	-	+	AG/CS	-
C. paraperfringens	-	+	AG/CS	-
C. sardiniense	±	(+)	AG/CS	-*

A = ácido; AG = ácido e gás; T = turbidez; CS = claro com sedimento celular; + = positiva; - = negativa; (+) = fraco; ± = motilidade fraca; * = hidrólise lenta da gelatina

6. RESULTADOS

6.1 Cálculo do número de Clostridium sulfito redutores presentes na amostra:

Calcular o número de Clostridium sulfito redutores multiplicando o número de colônias negras contadas no ágar TSC ou no ágar SFP pelo fator de diluição usado, conforme recomendações constantes do Anexo IV, "Procedimentos para contagem de colônias", deste Manual.

6.2 Cálculo do número de Clostridium perfringens

Considerar como Clostridium perfringens as colônias que se apresentarem, na coloração de Gram, como bastonetes Gram positivos, retos, com extremidades arredondadas, positivos para a prova de fermentação tempestuosa, imóveis, redutores de nitrato, fermentadores da lactose em 44 ± 2h, da rafinose em até 72 ± 2h e capazes de hidrolizar a gelatina em 44 ± 2h.

A partir dos dados obtidos, calcular o número de microrganismos presentes, de acordo com o Anexo IV, "Procedimentos para a contagem de colônias", deste Manual.

Expressar o resultado em UFC/g.

7. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

RHODEHAMEL, E.J.; HARMON, S.M. Clostridium perfringens. In: Bacteriological Analytical Manual Online. 2001. Disponível em: http://www.cfsan.fda.gov

LABBE, R.G. Clostridium perfringens. In: Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods, 4. ed. Washington DC. American Public Health Association. Frances Pouch Downes & Keith Ito (Eds.), 2001. p.325-330.

MacFADDIN, J.F. Media for isolation-cultivation-identification-maintenance of medical bacteria. Williams & Wilkins, Baltimore, USA, 1985. 928p.

MacFADDIN, J.F. Biochemical Tests for Identification of Medical Bacteria. Lippincott Williams & Wilkins, Baltimore, USA, 2000. 912p.

CAPÍTULO V
CONTAGEM DE STAPHYLOCOCCUS AUREUS

1. OBJETIVOS E ALCANCE

Estabelecer procedimento para a contagem de Staphylococcus aureus.

Aplica-se a amostras de matérias-primas e alimentos.

Para os produtos destinados ao comércio no MERCOSUL, a contagem final se referirá apenas a Staphylococcus coagulase positiva.

2. FUNDAMENTOS

2.1 Contagem

Baseia-se na inoculação das diluições desejadas das amostras em ágar Baird-Parker, cuja composição evidencia a habilidade desse microrganismo de crescer na presença de 0,01 a 0,05% de telurito de potássio em combinação com 0,2 a 0,5 % de cloreto de lítio e 0,12 a 1,26% de glicina.

O Staphylococcus aureus reduz anaeróbia e aerobiamente o telurito de potássio, produzindo colônias negras.

O ágar Baird-Parker suplementado com solução de gema de ovo possibilita a verificação das atividades proteolítica e lipolítica do Staphylococcus aureus, por meio do aparecimento de um halo de transparência e um de precipitação ao redor da colônia, respectivamente.

2.2 Prova da coagulase

Baseia-se na comprovação da capacidade de coagular o plasma de coelho pela ação da enzima coagulase produzida pelo microrganismo.

2.3 Provas complementares

2.3.1 Coloração de Gram

Baseia-se na verificação das características morfológicas e tintoriais do microrganismo.

2.3.2 Prova da termonuclease

Baseia-se na degradação do DNA em oligonucleotídeos pela ação da enzima DNAse produzida pelo microrganismo.

A reação é evidenciada pelo aparecimento de um halo de coloração rósea no ágar azul de toluidina e de clarificação, quando utilizado o ágar para teste de DNAse com verde de metila.

2.3.3 Prova da catalase

Baseia-se na capacidade da enzima catalase de decompor o peróxido de hidrogênio, liberando oxigênio, o que é evidenciado por meio da formação de borbulhas.

2.4 Limitações do Método

A metodologia para contagem de S. aureus, no que se refere aos resultados da prova de coagulase, apresenta limitações quanto à especificidade, devido ao fato de que algumas espécies de Staphylococcus relacionadas a animais, como o S. intermedius, S. hyicus, S. delphini e S. schleiferi ssp coagulans, também serem coagulase positivas.

Cepas de S. schleiferi ssp schleiferi e algumas cepas de S. lugdunensis apresentam fraca reação na prova da coagulase. Além disso, o S. schleiferi ssp schleiferi apresenta reação de termonuclease positiva.

3. REAGENTES E MATERIAIS

Vidraria e demais insumos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos;

Ágar Baird-Parker - base;

Ágar azul de toluidina - DNA ou Ágar para ensaio de DNAse, com verde de metila;

Ágar estoque;

Caldo cérebro-coração (BHI);

Solução salina peptonada 0,1%;

Solução salina 0,85%;

Emulsão de gema de ovo a 50%;

Telurito de potássio 3,5%;

Plasma de coelho oxalatado ou com EDTA;

Peróxido de hidrogênio 3%;

Etanol 70% ou Etanol 70º GL;

Reagentes para coloração de Gram.

4. EQUIPAMENTOS

Equipamentos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos.

5. PROCEDIMENTOS

5.1 Pesagem e preparo da amostra

Pesar 25 ± 0,2 g da amostra de acordo com as instruções contidas no Anexo V, "Procedimentos para o preparo, pesagem e descarte de amostras", deste Manual.

Adicionar 225 mL de solução salina peptonada 0,1%.

Homogeneizar por aproximadamente 60 segundos em stomacher.

Essa é a diluição 10-1.

5.2 Procedimentos de controle Aplicar os procedimentos de controle específicos estabelecidos pelo laboratório.

5.3 Inoculação

A partir da diluição inicial 10-1, efetuar as diluições desejadas de acordo com o Anexo II, "Diluições e soluções", deste Manual.

Inocular, sobre a superfície seca do ágar Baird-Parker, 0,1 mL de cada diluição selecionada.

Com o auxílio de alça de Drigalski ou bastão do tipo hockey, espalhar o inóculo cuidadosamente por toda a superfície do meio, até sua completa absorção.

Utilizar no mínimo duas diluições decimais ou duplicata da mesma diluição.

Nos casos em que a legislação exigir valores menores que 100 UFC/g ou mL, distribuir em duplicata 1 mL da diluição 10-1 em 3 placas (0,4 mL, 0,3 mL e 0,3 mL). No caso de produtos líquidos poderá ser inoculado 0,1 mL diretamente da amostra (10º), o que corresponderá à diluição 10-1.

5.4 Incubação

Incubar as placas invertidas a 36 ± 1ºC por 30 a 48 horas.

5.5 Leitura

Selecionar as placas que contenham entre 20 e 200 colônias.

Contar as colônias típicas (T): negras brilhantes com anel opaco, rodeadas por um halo claro, transparente e destacado sobre a opacidade do meio.

Contar também colônias atípicas (A): acinzentadas ou negras brilhantes, sem halo ou com apenas um dos halos.

Registrar separadamente as contagens de colônias típicas e atípicas.

Selecionar 3 a 5 colônias de cada tipo (T) e/ou (A) e semear cada colônia em tubos contendo BHI, para confirmação.

Incubar a 36 ± 1ºC, por 24 horas.

Observação: para a obtenção do número final de UFC/mL ou g, utilizar, de preferência, apenas uma diluição, pois, uma colônia atípica pode tornar-se típica na diluição subseqüente em função da maior disponibilidade de nutrientes e pela menor competição bacteriana.

5.6 Prova da coagulase

Transferir 0,3 mL de cada tubo de cultivo em BHI para tubos estéreis contendo 0,3 mL de plasma de coelho.

Incubar a 36 ± 1ºC por 6 horas.

Verificar a presença de coágulos, considerando os critérios a seguir:

Reação negativa: não formação de coágulo;

Reação 1+: coágulo pequeno e desorganizado;

Reação 2+: coágulo pequeno e organizado;

Reação 3+: coágulo grande e organizado;

Reação 4+: coagulação de todo o conteúdo do tubo, que não se desprenderá quando o tubo for invertido;

Quando a reação de coagulação for do tipo 3+ e 4+, considerar a prova positiva para Staphylococcus aureus;

Quando a reação de coagulação for negativa, considerar a prova negativa para Staphylococcus aureus.

Quando a reação for duvidosa do tipo 1+ e 2+, repicar do mesmo caldo de cultura para um tubo contendo ágar estoque ou outro contendo caldo BHI. Incubar a 36 ± 1ºC por 24 horas, para a realização dos testes complementares.

5.7 Testes complementares

A partir da cultura pura em BHI ou ágar estoque, realizar as seguintes provas confirmativas:

5.7.1 Coloração de Gram

Preparar esfregaço e corar pelo método de Gram.

A ausência de cocos Gram positivos indica teste negativo para Staphylococcus aureus. A presença de cocos Gram positivos indica a necessidade da realização de testes complementares.

5.7.2 Pesquisa de termonuclease

Fazer orifícios eqüidistantes com cerca de 2 mm de diâmetro no ágar para ensaio de termonuclease ou no ágar azul de toluidina - DNA, em placas previamente preparadas.

Colocar os tubos das culturas, mantidos em caldo BHI, em banho-maria fervente por 15 minutos.

Deixar esfriar e preencher completamente um orifício para cada cultivo a ser analisado.

Incubar a 36 ± 1ºC por 4 horas ou a 50 ± 2ºC por 2 horas.

O aparecimento, ao redor dos orifícios, de um halo rosa no ágar azul de toluidina ou de um halo de clarificação no agar para ensaio de DNAse com verde de metila, será indicativo de reação positiva para termonuclease.

Considerar como positivas as culturas que apresentarem halo de diâmetro superior a 1 mm. O Staphylococcus aureus é termonuclease positiva.

5.7.3 Prova da catalase

Com auxílio de alça de platina, bastão de vidro, palito de madeira ou Pipeta de Pasteur, estéreis, retirar uma alíquota do cultivo em ágar estoque e transferir para uma lâmina ou placa de vidro contendo uma gota de peróxido de hidrogênio a 3%.

Misturar o inóculo ao peróxido e observar a reação.

A não formação de borbulhas indica prova negativa para catalase.

A formação de borbulhas indica prova positiva para catalase.

O Staphylococcus aureus é catalase positiva.

6. RESULTADOS

Quando o número de colônias confirmadas for igual ao número de colônias selecionadas e repicadas, o resultado será igual à contagem inicial, levando-se em consideração a diluição utilizada.

Quando o número de colônias confirmadas for diferente do número de colônias selecionadas e repicadas, calcular a proporção de colônias positivas de acordo com o Anexo IV, "Procedimentos para contagem de colônias", deste Manual.

O resultado final será a soma dos resultados de colônias típicas e atípicas confirmadas.

Expressar o resultado como:

Contagem de Staphylococcus aureus: X x 10y UFC/g ou mL ou

Contagem de Staphylococcus coagulase positiva: X x 10y UFC/g ou mL.

7. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

BENNETT, R.W.; LANCETTE, G.A. Staphylococcus aureus. In: Bacteriological Analytical Manual Online. 2001. Disponível em: http://www.cfsan.fda.gov

BRASIL. Ministério da Agricultura e do Abastecimento. Regulamentos técnicos de identidade e qualidade de leite e produtos lácteos. Ministério da Agricultura e do Abastecimento/Secretaria de Defesa Animal/Departamento de Inspeção de Produtos de Origem Animal/Divisão de Normas Técnicas. Brasília/DF. Série Regulamentação Técnica de Identidade e Qualidade de Produtos de Origem Animal; n.2. 1997, 77p.

GUNN, B.A. Culture Media, Tests, and Reagents in Bacteriology. In: Clinical and Pathogenic Microbiology, Howard, B.J.; Keiser, J.F.; Smith, T.F. et al. (Eds.). 2 ed. Mosby. St. Louis, 1994, p. 863-912.

HOWARD. B. J.; KLOOS, W.E. Staphylococci. In: Clinical and Pathogenic Microbiology, Howard, B.J.; Keiser, J.F.; Smith, T.F. et al. (Eds.). 2 ed. Mosby. St. Louis, 1994, p.243-256.

LANCETTE, G. A.; TATINI, S.R. Staphylococcus aureus. In: Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods, 4. ed. Washington DC. American Public Health Association. Frances Pouch Downes & Keith Ito (Eds.), 2001. P.387-403.

MAC FADDIN, J.F. Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias de importancia clinica. Buenos Aires: Editorial Médica Panamericana S.A. 1980, p. 39-49 e 50-60.

MAC FADDIN, J.F. Biochemical Tests for Identification of Medical Bacteria. Lippincott Williams & Wilkins, Baltimore, USA, 2000. 912p.

PAHO. Organización Panamericana de la Salud. Contaminación microbiana de los alimentos vendidos en la vía pública en ciudades de América Latina y características socio-economicas de sus vendedores y consumidores. Almeida, C.R.; Schuch, D.M.T.; Gelli, D.S. et al. (Eds.). 1996, 176p.

SALYERS, A.A; WHITT, D.D. Disease Without Colonization; Food-Borne Toxinoses caused by Clostridium botulinum, Staphylococcus aureus, and Clostridium perfringens. In: Bacterial Pathogenesis: A Molecular Approach. Washington: ASM, 1994, p. 130-140.

VARNAM, A.H.; EVANS, M.G. Foodborne Pathogens - An illustrated text. London: Wolf Publishing Ltd, 1991.p. 235-265.

CAPÍTULO VI
CONTAGEM DE COLIFORMES TOTAIS E COLIFORMES TERMOTOLERANTES EM ALIMENTOS

1. OBJETIVOS E ALCANCE

Estabelecer procedimento para a contagem de coliformes totais e coliformes termotolerantes em alimentos.

Aplica-se a amostras de matérias-primas, alimentos e rações, devendo ser utilizada quando o limite máximo tolerado for igual ou superior a 100 UFC/g ou mL.

2. FUNDAMENTOS

2.1 Prova presuntiva

Baseia-se na inoculação das diluições desejadas das amostras sob teste em ágar cristal violeta vermelho neutro bile (VRBA) e posterior contagem das colônias suspeitas.

O ágar cristal violeta vermelho neutro bile apresenta em sua composição sais biliares e cristal violeta, responsáveis pela inibição de microrganismos Gram positivos e vermelho neutro, um indicador de pH que revela a fermentação da lactose pelos microrganismos presentes.

A adição de sobrecamada visa a prevenção do crescimento e do espraiamento de colônias na superfície do ágar.

2.2 Prova confirmativa para coliformes totais

A confirmação da presença de coliformes totais é feita por meio da inoculação das colônias suspeitas em caldo verde brilhante bile 2% lactose e posterior incubação a 36 ± 1ºC.

A presença de gás nos tubos de Durhan evidencia a fermentação da lactose presente no meio.

O caldo verde brilhante bile 2% lactose apresenta em sua composição bile bovina e um corante derivado do trifenilmetano (verde brilhante) responsáveis pela inibição de microrganismos Gram positivos.

2.3 Prova confirmativa para coliformes termotolerantes

A confirmação da presença de coliformes termotolerantes é feita por meio da inoculação das colônias suspeitas em caldo EC e posterior incubação em temperatura seletiva de 45 ± 0,2ºC, em banho-maria com agitação ou circulação de água. A presença de gás nos tubos de Durhan evidencia a fermentação da lactose presente no meio.

O caldo EC apresenta em sua composição uma mistura de fosfatos que lhe confere um poder tamponante impedindo a sua acidificação.

A seletividade é devido a presença de sais biliares responsáveis pela inibição de microrganismos Gram positivos.

3. REAGENTES E MATERIAIS

Vidrarias e demais insumos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos;

Ágar cristal violeta vermelho neutro bile (VRBA);

Caldo verde brilhante bile 2% lactose;

Caldo EC;

Solução salina peptonada 0,1%.

4. EQUIPAMENTOS

Equipamentos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos.

Banho-maria com movimentação de água (agitação ou circulação).

5. PROCEDIMENTOS

5.1 Pesagem e preparo da amostra

Pesar 25 ± 0,2 g ou pipetar 25 ± 0,2 mL da amostra de acordo com as instruções contidas no Anexo V, "Procedimentos para o preparo, pesagem e descarte de amostras", deste Manual.

Adicionar 225 mL de solução salina peptonada 0,1%.

Homogeneizar por aproximadamente 60 segundos em stomacher.

Esta é a diluição 10-1.

5.2 Procedimentos de controle

Aplicar os procedimentos de controle específicos estabelecidos pelo laboratório.

5.3 Prova presuntiva

5.3.1 Inoculação

A partir da diluição inicial (10-1), efetuar as demais diluições desejadas em solução salina peptonada 0,1% de acordo com as instruções contidas no Anexo II, "Diluições e soluções", deste Manual.

Inocular 1 mL de cada diluição desejada em placas de Petri esterilizadas.

Adicionar a cada placa cerca de 15 mL de VRBA previamente fundido e mantido a 46ºC - 48ºC em banho-maria.

Homogeneizar cuidadosamente e deixar em repouso até total solidificação do meio.

Adicionar, sobre cada placa, cerca de 10 mL de VRBA previamente fundido e mantido a 46ºC - 48ºC em banho-maria, formando uma segunda camada de meio. Deixar solidificar.

5.3.2 Incubação

Após completa solidificação do meio, incubar as placas em posição invertida em temperatura de 36 ± 1ºC por 18 a 24 horas.

5.3.3 Leitura

Selecionar placas que contenham entre 15 e 150 colônias.

Contar as colônias que apresentarem morfologia típica de coliformes, ou seja, colônias róseas, com 0,5 a 2 mm de diâmetro rodeadas ou não por uma zona de precipitação da bile presente no meio. Anotar os resultados de contagem.

Contar separadamente colônias típicas e atípicas e submeter 3 a 5 colônias, de cada uma, às provas confirmativas.

5.4 Provas confirmativas

5.4.1 Coliformes totais

5.4.1.1 Inoculação

Inocular cada uma das colônias típicas e atípicas selecionadas em tubos contendo caldo verde brilhante bile 2% lactose.

5.4.1.2 Incubação

Incubar os tubos a 36 ± 1ºC por 24 a 48 horas.

5.4.1.3 Leitura

A presença de coliformes totais é confirmada pela formação de gás (mínimo 1/10 do volume total do tubo de Durhan) ou efervescência quando agitado gentilmente.

Anotar o resultado obtido para cada colônia, bem como a diluição utilizada.

Observação: A leitura pode ser feita após 24 horas de incubação, porém, só serão válidos os resultados positivos. Os tubos que apresentarem resultado negativo deverão ser reincubados por mais 24 horas.

5.4.2 Coliformes termotolerantes

5.4.2.1 Inoculação

Inocular as culturas suspeitas de coliformes termotolerantes em tubos contendo caldo EC.

5.4.2.2 Incubação

Incubar os tubos a 45 ± 0,2ºC, por 24 a 48 horas em banho-maria com agitação.

5.4.2.3 Leitura

A presença de coliformes termotolerantes é confirmada pela formação de gás (mínimo 1/10 do volume total do tubo de Durhan) ou efervescência quando agitado gentilmente.

Anotar o resultado obtido para cada tubo, bem como a diluição utilizada.

Observação: A leitura pode ser feita após 24 horas de incubação, porém, só serão válidos os resultados positivos. Os tubos que apresentarem resultado negativo deverão ser reincubados por mais 24 horas.

6. RESULTADOS

Para alimentos comercializados no MERCOSUL, os resultados de contagem de coliformes totais se referem à determinação "contagem de coliformes a 35ºC" e os resultados da contagem de coliformes termotolerantes correspondem à determinação "coliformes a 45ºC".

Para o cálculo final das contagens de coliformes totais e termotolerantes, proceder de acordo com as indicações contidas no Anexo IV, "Procedimentos para contagem de colônias", deste Manual.

Expressar o resultado em UFC/g ou mL.

7. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

BRASIL. Ministério da Agricultura e do Abastecimento. Regulamentos técnicos de identidade e qualidade de leite e produtos lácteos. Ministério da Agricultura e do Abastecimento/Secretaria de Defesa Animal/Departamento de Inspeção de Produtos de Origem Animal/Divisão de Normas Técnicas. Brasília, DF. Série Regulamentação Técnica de Identidade e Qualidade de Produtos de Origem Animal; n. 2, 1997, 77p.

ICMSF. Microorganismos de los Alimentos - Técnicas de Análisis Microbiológico. International Commission on Microbiological Specifications for Foods. V.1. 2. ed. Acribia, Zaragoza, Espanha.

HITCHINS, A.D.; FENG, P.; WATKINS W.D.; RIPPEY S.R.; CHANDLER L.A. Escherichia coli and the Coliform bacteria. In: Bacteriological Analytical Manual Online. 2001. Disponível em: http://www.cfsan.fda.gov.

KORNACKI, J.L.; JOHNSON, J.L. Enterobacteriaceae, Coliforms and Escherichia coli as Quality and Safety Indicators. In: Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods, 4. ed. Washington DC. American Public Health Association. Frances Pouch Downes & Keith Ito (Eds.), 2001. p. 69-82.

CAPÍTULO VII
CONTAGEM DE BACILLUS CEREUS

1. OBJETIVOS E ALCANCE

Estabelecer procedimento para a contagem de Bacillus cereus.

Aplica-se a matérias primas e alimentos.

2. FUNDAMENTOS

2.1 Contagem

Baseia-se na inoculação das diluições desejadas das amostras sob teste em ágar polimixina gema de ovo vermelho de fenol (MYP) ou em ágar cereus (PEMBA).

Em ambos é adicionada emulsão de gema de ovo que objetiva a verificação da produção de lecitinase pelo B. cereus.

No ágar PEMBA, a presença de 0,1% de peptona associada ao piruvato de sódio evidencia a precipitação da lecitina da gema do ovo adicionada ao meio.

A polimixina B é um agente seletivo utilizado nos dois meios, que atua sobre a flora acompanhante. No PEMBA, quando um grande número de leveduras é esperado no alimento, poderá ser adicionada também cicloheximide (40µg/mL) como agente seletivo.

Estes dois meios contêm manitol, carbohidrato não fermentado pelo B. cereus. No MYP, o indicador de pH é o vermelho de fenol e no PEMBA, o azul de bromotimol.

2.2 Provas Bioquímicas

A identificação bioquímica de Bacillus cereus baseia-se na verificação de produção de â-hemolisina, motilidade em meio semi-sólido, na capacidade de decomposição da tirosina, redução do nitrato a nitrito, verificação do tipo de crescimento em superfície de ágar nutriente, e da não produção de corpúsculos de inclusão cristalina.

3. REAGENTES E MATERIAIS

Vidraria e demais insumos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos;

Solução salina peptonada 0,1%;

Ágar nutriente;

Ágar manitol gema de ovo polimixina segundo Mossel (MYP) ou Ágar cereus (PEMBA);

Ágar estoque;

Ágar Columbia sangue de carneiro desfibrinado;

Ágar tirosina;

Ágar motilidade - nitrato;

Ácido sulfanílico solução 0,8%;

Alfa-naftilamina solução aquosa 0,5%;

Polimixina B - solução contendo 5.000 UI/mL;

Emulsão de gema de ovo 50%;

Sangue de carneiro desfibrinado;

Ácido acético 5N;

Zinco em Pó;

Reagentes para coloração de corpúsculos de inclusão cristalina;

Reagentes para coloração de Gram.

4. EQUIPAMENTOS

Equipamentos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos.

5. PROCEDIMENTOS

5.1 Pesagem e preparo da amostra

Pesar 25 ± 0,2 g ou pipetar 25 ± 0,2 mL da amostra de acordo com as instruções contidas no Anexo V, "Procedimentos para o preparo, pesagem e descarte de amostras", deste Manual.

Adicionar 225 mL da solução salina peptonada 0,1%.

Homogeneizar por aproximadamente 60 segundos em stomacher.

Esta é a diluição 10-1.

5.2 Procedimentos de controle Aplicar os procedimentos de controle específicos estabelecidos pelo laboratório.

5.3 Inoculação

A partir da diluição inicial 10-1, efetuar as diluições desejadas conforme o Anexo II, "Diluições e soluções", deste Manual.

Inocular sobre a superfície seca do ágar MYP ou ágar PEMBA 0,1 mL de cada diluição selecionada.

Com auxilio de alça de Drigalski ou bastão tipo hockey, espalhar o inóculo cuidadosamente por toda a superfície do meio até completa absorção.

Utilizar, no mínimo, duas diluições decimais ou duplicata da mesma diluição.

Nos casos em que for necessária a obtenção de resultado menor que 100 UFC/g ou mL distribuir 1 mL da diluição 10-1 em 3 placas (0,4 mL, 0,3 mL e 0,3 mL).

No caso de amostras líquidas, poderá ser inoculado 0,1 mL diretamente da amostra.

5.4 Incubação

Incubar as placas invertidas a 30 ± 1ºC por 30 a 48 horas.

5.5 Leitura

Selecionar as placas que contenham entre 15 e 150 colônias.

Contar as colônias rodeadas por um halo de precipitação opaco sobre um fundo róseo, no ágar MYP e azul turquesa com aspecto recortado, com cerca de 5 mm de diâmetro e rodeadas por halo de precipitação de lecitina hidrolizada, no ágar PEMBA.

Selecionar 3 a 5 colônias típicas e semeá-las em tubos com ágar estoque inclinado.

Incubar a 36 ± 1ºC por 24 horas.

De cada tubo, fazer esfregaço e corar pelo método Gram para verificar a presença de bastonetes curtos Gram positivos, com extremidades quadradas dispostos em cadeias.

Os esporos são centrais ou subterminais.

Das culturas puras em ágar estoque inclinado, realizar as seguintes provas:

5.6 Identificação Bioquímica

5.6.1 Motilidade e redução de nitrato

Inocular, com agulha, tubos contendo ágar motilidade-nitrato.

Incubar a 36 ± 1ºC por 18 a 24 horas.

Após incubação, verificar o tipo de crescimento presente.

Culturas imóveis mostram crescimento apenas na linha de inoculação, enquanto que as móveis crescem de forma difusa.

O Bacillus cereus em 50 a 90% dos casos mostra-se móvel.

Após a leitura da motilidade, adicionar aos tubos 2 a 3 gotas de alfa naftilamina 0,5% e 2 a 3 gotas de ácido sulfanílico 0,8%. O aparecimento de coloração rosa indica positividade para redução de nitrato.

Quando não houver desenvolvimento de coloração, adicionar ao tubo alguns miligramas de pó de zinco. Nesta situação, o aparecimento de coloração rosa indica reação negativa, enquanto que o não desenvolvimento de cor indica positividade.

O Bacillus cereus reduz o nitrato a nitrito.

5.6.2 â-hemólise em ágar sangue de carneiro

Inocular por estria em placa com ágar sangue de carneiro.

Incubar a 36 ± 1ºC por 24 horas. Observar a produção de â-hemólise característica do Bacillus cereus.

Bacillus cereus é produtor de â-hemólise.

5.6.3 Decomposição da tirosina

Inocular por estrias a superfície de ágar tirosina (inclinado em tubo ou distribuído em placas).

Incubar a 36 ± 1ºC por 48 horas. Após incubação, observar o aparecimento de uma zona clara próxima ao crescimento produzida pela decomposição da tirosina.

Nos casos em que houver dúvidas, reincubar por até 7 dias a 36 ± 1ºC.

O Bacillus cereus decompõe a tirosina.

5.6.4 Crescimento rizóide

Inocular com alça sobre a superfície seca de ágar nutriente, depositando o inóculo no ponto central da placa.

Incubar a 36 ± 1ºC por 48 a 72 horas.

Após incubação verificar o tipo de crescimento.

Crescimento rizóide se caracteriza pelo aparecimento de colônias com longas extensões em forma de raízes ou longos fios, típicas de Bacillus mycoides.

O Bacillus cereus não apresenta crescimento rizóide, porém algumas cepas podem apresentar colônias rugosas em forma de galáxia.

5.6.5 Teste para verificação da presença de corpúsculos de inclusão cristalina

A partir das culturas suspeitas repicadas em ágar estoque inclinado (item 5.5) e deixadas em temperatura ambiente por 2 a 3 dias, verificar a presença de corpúsculos de inclusão cristalina procedendo conforme item 7 do Anexo VII, "Procedimentos de coloração", deste Manual.

A presença de cristais tetragonais de toxina são abundantes em culturas velhas (3-4 dias) de Bacillus thuringiensis, que são liberados somente após a lise do esporângio. Verifica-se então a presença dos cristais e esporos livres.

O Bacillus cereus não produz corpúsculos de inclusão cristalina.

PROVAS DIFERENCIAIS PARA MICRORGANISMOS DO GÊNERO Bacillus

	Bacillus megaterium	Bacillus cereus	Bacillus thuringiensis	Bacillus mycoides	Bacillus anthracis
Coloração de Gram	+	+a	+	+	+
Catalase	+	+	+	+	+
Motilidade	±	±	±
Redução de nitrato	-d	+	±	+	+
Hemólise em sangue de carneiro	-	+	+	+	-d
Decomp. da tirosina	±	+	+	±	-d
Corpúsc. de inclusão cristalina	-	-	+	-	-
Crescimento rizóide	-	-	-	+	-

a) 90 a 100% são positivos

b) 50 a 90% são positivos

c) 90 a 100% são negativos

d) a maioria é negativa

6. RESULTADOS

A partir dos dados obtidos, calcular o número de microrganismos presentes na amostra em análise seguindo as instruções contidas no Anexo IV, "Procedimentos para contagem de colônias", deste Manual.

Calcular o número de Bacillus cereus multiplicando o número de colônias confirmadas, nas provas confirmativas, pelo fator de diluição usado, conforme recomendações constantes no Anexo III, "Procedimentos básicos de contagem", deste Manual.

Expressar o resultado em UFC/g ou mL.

7. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

BRASIL. Ministério da Agricultura e do Abastecimento. Regulamentos técnicos de identidade e qualidade de leite e produtos lácteos. Ministério da Agricultura e do Abastecimento/Secretaria de Defesa Animal/Departamento de Inspeção de Produtos de Origem Animal/Divisão de Normas Técnicas. Brasília, DF. Série Regulamentação Técnica de Identidade e Qualidade de Produtos de Origem Animal; n. 2. 1997, 77 p.

BENNETT, R.W.and BEHY, N. Bacillus cereus. In: Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods. Frances Pouch Downes & Keith Ito (Eds.). 4.ed. Washington DC: American Public Health Association, 2001, p.311-316.

MAC FADDIN, J.F. Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias de importancia clínica. Buenos Aires: Editorial Médica Panamericana S.A. 1980, 275p.

RHODEHAMEL, E.J. and HARMON, S.M. Bacillus cereus. In: Bacteriological Analytical Manual Online. 2001. Disponível em: http://www.cfsan.fda.gov.

CAPÍTULO VIII
CONTAGEM TOTAL DE ENTEROBACTÉRIAS

1. OBJETIVOS E ALCANCE

Estabelecer procedimento para a contagem de Enterobactérias.

Aplica-se a amostras de produtos de origem animal.

2. FUNDAMENTOS

2.1 Contagem

Baseia-se na inoculação das diluições desejadas das amostras testadas em ágar cristal violeta vermelho neutro bile glicose (VRBG), cuja composição evidencia a habilidade dos microrganismos fermentarem a glicose com produção de ácido, reação indicada por uma viragem do indicador a vermelho e a precipitação de sais biliares ao redor das colônias.

A seletividade é exercida pela presença de cristal violeta e bile no meio.

3. REAGENTES E MATERIAIS

Vidraria e demais insumos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos;

Ágar cristal violeta vermelho neutro bile glicose (VRBG);

Ágar estoque;

Solução salina peptonada 0,1%;

Reativo para oxidase (N'N'N'N'-tetrametil-parafenileno-diamina ou oxalato de para-amino-dimetilanilina), ou tiras de papel para teste de oxidase;

Reativos para coloração de Gram.

4. EQUIPAMENTOS

Equipamentos básicos, obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos.

5. PROCEDIMENTOS

5.1 Pesagem e preparo da amostra

Pesar 25 ± 0,2 g ou pipetar 25 ± 0,2 mL da amostra de acordo com as instruções contidas no Anexo V, "Procedimentos para o preparo, pesagem e descarte de amostras", deste Manual.

Adicionar 225 mL de solução salina 0,1%.

Homogeneizar por aproximadamente 60 segundos em stomacher.

Esta é a diluição 10-1.

5.2 Procedimentos de controle

Aplicar os procedimentos de controle específicos estabelecidos pelo laboratório.

5.3 Inoculação

A partir da diluição inicial (10-1), efetuar as demais diluições desejadas em solução salina peptonada 0,1% de acordo com as instruções contidas no Anexo II, "Diluições e soluções", deste Manual.

Inocular 1 mL de cada diluição em placas de Petri esterilizadas.

Adicionar a cada placa cerca de 15 mL de ágar cristal violeta vermelho neutro bile glicose previamente fundido e mantido a 46ºC-48ºC em banho-maria.

Homogeneizar cuidadosamente o inóculo com o meio e deixar em repouso até total solidificação. Após adicionar uma segunda camada com o mesmo meio e deixar solidificar.

5.4 Incubação

Após completa solidificação do meio, incubar as placas em posição invertida em temperatura de 36 ± 1ºC por 18 a 24 horas.

5.5 Leitura

Selecionar placas que contenham entre 15 e 150 colônias.

Contar as colônias de coloração vermelha, rodeadas ou não por halo de precipitação da bile presente no meio, com 0,5 a 2 mm de diâmetro e anotar os resultados de contagem.

Selecionar 3 a 5 colônias típicas e repicar para tubos com ágar estoque inclinado.

Incubar a 36 ± 1ºC por 24 horas.

Realizar a prova da oxidase conforme o item 5.6.

5.6 Prova da oxidase

Usando alça de platina, Pipeta de Pasteur, palitos de madeira estéreis, ou de plástico descartáveis estéreis, realizar a prova da oxidase espalhando a cultura sobre papel filtro impregnado com o reativo para oxidase ou sobre tiras de papel com reativo para oxidase, comercialmente disponíveis.

Fazer a leitura em 10 a 20 segundos. Após este tempo, reações falso-positivas podem ocorrer.

O aparecimento de cor azul (N'N'N'N'-tetrametil-parafenileno-diamina) ou vermelho intenso (oxalato de para-amino-dimetilanilina) é indicativo de reação positiva.

Não utilizar alças de níquel-cromo ou alças de aço inoxidável para realizar a prova da oxidase, pois traços de óxido de ferro na superfície flambada podem produzir reação falso-positiva.

Todas as enterobactérias apresentam reação de oxidase negativa.

5.7 Coloração de Gram

Das colônias oxidase negativas, preparar esfregaço e corar pelo método de Gram, seguindo as instruções contidas no Anexo VII,

"Procedimentos de coloração", deste Manual.

Todas as enterobactérias apresentam-se como bastonetes Gram negativos.

6. RESULTADOS

A partir dos dados obtidos, calcular o número de microrganismos presentes de acordo com o Anexo IV, "Procedimentos para a contagem de colônias", deste Manual.

Expressar o resultado em UFC/g ou mL

7. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

KONEMAN, E.W.; ALLEN, S.D.; DOWELL, V.R.; JANDA, W.M.; SOMMERS, H.M.; WINN, W.C. Enterobacteriaceae. In: Diagnóstico micro-biológico. Texto y Atlas Color. 3ed. México, D.F.: Editorial Medica Panamericana. 1997, p.203-267.

MAC FADDIN, J.F. Pruebas Bioquimicas para la identificación de bacterias de importancia clínica. Buenos Aires: Editorial Médica Panamericana S.A. 1980, 275 p.

VARNAM, A.H.; EVANS, M.G. Foodborne Pathogens-An illustrated text. London: Wolf Publishing Ltd. 1991, 557p.

CAPÍTULO IX
NÚMERO MAIS PROVÁVEL DE COLIFORMES TOTAIS E COLIFORMES TERMOTOLERANTES EM ÁGUA E GELO

1. OBJETIVOS E ALCANCE

Estabelecer procedimento para determinação do Número Mais Provável de coliformes totais e coliformes termotolerantes em amostras de água e gelo.

Aplica-se a amostras de água e de gelo usados em estabelecimentos produtores de alimentos.

2. FUNDAMENTOS

2.1 Prova presuntiva

Baseia-se na inoculação da amostra em caldo lauril sulfato de sódio, em que a presença de coliformes é evidenciada pela formação de gás nos tubos de Durhan, produzido pela fermentação da lactose contida no meio.

O caldo lauril sulfato de sódio apresenta, em sua composição, uma mistura de fosfatos que lhe confere um poder tamponante, impedindo a sua acidificação. A seletividade do meio se deve à presença do lauril sulfato de sódio, um agente surfactante aniônico que atua na membrana citoplasmática de microrganismos Gram positivos, inibindo o seu crescimento.

2.2 Prova confirmativa para coliformes totais

A confirmação da presença de coliformes totais é feita por meio da inoculação dos tubos positivos para a fermentação de lactose, na prova presuntiva, em caldo verde brilhante bile 2% lactose, e posterior incubação a 36 ± 1ºC. A presença de gás nos tubos de Durhan do caldo verde brilhante evidencia a fermentação da lactose presente no meio.

O caldo verde brilhante bile 2% lactose apresenta em sua composição bile bovina e um corante derivado do trifenilmetano (verde brilhante), responsáveis pela inibição dos microrganismos Gram positivos.

2.3 Prova confirmativa para coliformes termotolerantes

A confirmação da presença de coliformes termotolerantes é feita por meio da inoculação em caldo EC, com incubação em temperatura seletiva de 45 ± 0,2ºC a partir dos tubos positivos obtidos na prova presuntiva. A presença de gás nos tubos de Durhan evidencia a fermentação da lactose presente no meio.

O caldo EC apresenta em sua composição uma mistura de fosfatos que lhe confere um poder tamponante, impedindo a sua acidificação. A seletividade do meio se deve à presença de sais biliares, responsáveis pela inibição dos microrganismos Gram positivos.

3. REAGENTES E MATERIAIS

Vidraria e demais insumos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos;

Caldo lauril sulfato de sódio concentração simples;

Caldo lauril sulfato de sódio concentração dupla;

Caldo verde brilhante bile 2% lactose;

Caldo EC;

Solução salina peptonada 0,1%.

4. EQUIPAMENTOS

Equipamentos básicos obrigatórios em laboratórios de microbiologia de alimentos.

Banho-maria com movimentação de água (agitação ou circulação).

5. PROCEDIMENTOS

5.1 Preparo da amostra

Preparar a amostra de água de acordo com as instruções contidas no Anexo V, "Procedimentos para o preparo, pesagem e descarte de amostras", deste Manual.

No caso de amostras de gelo, quando encaminhadas em frascos de boca larga, deixar descongelar no próprio frasco, sob refrigeração, pelo período necessário para seu completo descongelamento.

Antes do início da análise, homogeneizar bem.

Quando o gelo for encaminhado em sacos plásticos, colocar a amostra dentro de outro saco plástico resistente (sem perfurações) e deixar descongelar, sob refrigeração, pelo período necessário para seu completo descongelamento.

Após descongelamento total, verificar a presença de água no saco plástico de proteção da amostra, o que indica a presença de perfurações na embalagem do gelo. Nesse caso, não analisar a amostra.

Da mesma forma, as amostras de gelo que chegarem descongeladas ou em descongelamento deverão ser descartadas.

Quando a embalagem da amostra de gelo mostrar evidências de que não continha perfurações, após o descongelamento total, homogeneizar bem e proceder à análise, seguindo o procedimento estabelecido para amostras de água.

5.2 Procedimentos de controle

Aplicar os procedimentos de controle específicos estabelecidos pelo laboratório.

5.3 Prova presuntiva

5.3.1 Inoculação

Inocular volumes de 10 mL da amostra a ser analisada em uma série de 3 tubos contendo caldo lauril sulfato de sódio em concentração dupla.

Inocular volumes de 1 mL da amostra na segunda série de 3 tubos contendo caldo lauril sulfato de sódio em concentração simples e volumes de 1 mL da diluição 10-1 na terceira série de 3 tubos contendo o mesmo meio.

Observação: caso seja necessário um maior número de diluições, proceder de acordo com as instruções contidas no Anexo II,

"Diluições e soluções", deste Manual. Neste caso, inocular volumes de 1 mL de cada uma das diluições efetuadas em séries de 3 tubos contendo caldo lauril sulfato de sódio em concentração simples.

Quando o limite de aceitação for